KUMULACE SEKUNDÁRNÍCH METABOLITŮ V LARVÁLNÍCH STÁDIÍCH LIŠAJE SMRTIHLAVA (Acherontia atropos) V ZÁVISLOSTI NA SLOŽENÍ POTRAVY

Význam tématu

Fytofágní hmyz se vyvíjel s rostlinami produkujícími sekundární metabolity jako obranné látky. Jeho schopnost kumulovat či metabolizovat tyto látky ovlivňuje ekologické interakce, přežití i obranné strategie hmyzu. Studie kumulace u lišaje smrti-hlava (Acherontia atropos) přispívá k pochopení komplexních vztahů mezi hmyzem a rostlinou.

Cíle a přehled studie / článku

Cílem výzkumu bylo porovnat akumulaci sekundárních metabolitů v larvách A. atropos krmených listy Atropa belladonna a Ligustrum vulgare. Studie mapuje, zda a jaký typ sekundárních látek je v tělech housenek kumulován, a zhodnocuje další způsoby detoxikace.

Použitá metodika a instrumentace

• Chov housenek: standardní houseníky, oddělené skupiny krmené na A. belladonna a L. vulgare, následná lyofilizace.
• Extraktivní postupy: methanolová macerace pro L. vulgare, kyselinná extrakce a alkalizace pro A. belladonna a housenky.
• Analytická technika: kapalinová chromatografie HPLC s UV detekcí (DAD) a hmotnostní detekcí (MS-ESI).
• Instrumentace: Agilent (HP) 1100 HPLC, kolona SUPELCOSIL ABZ+PLUS (15 cm × 4,6 mm, 3 µm), mobilní fáze acetonitril/0,2% kyselina mravenčí, gradientová eluce, teplota 40 °C.
• Chemikálie: methanol, kyselina sírová, amoniak, chloroform, síran sodný, acetonitril, kyselina mravenčí, atropin (Sigma-Aldrich).

Hlavní výsledky a diskuse

• Atropa belladonna: v rostlinném extraktu potvrzen atropin (ret. čas 2,7 min) a další tropanové alkaloidy.
• Ligustrum vulgare: identifikace fenylpropanoidů, flavonoidů (rutin, akteosid) a iridoidů (oleuropein, ligustrosid) pomocí HPLC/MS-ESI.
• Housenky krmené A. belladonna: kumulace atropinu v průměru 3,5 ± 0,4 µg na jedince.
• Housenky krmené L. vulgare: žádná kumulace sekundárních metabolitů detekována.
• Detoxikační mechanismy: kromě kumulace dochází k enzymatické hydrolýze, oxidaci a exkreci, analogicky jiným motýlům.

Přínosy a praktické využití metody

Použití HPLC-DAD-MS umožňuje přesné stanovení a kvantifikaci sequestrovaných alkaloidů v hmyzu. Výsledky jsou důležité pro ekologickou chemii, monitoring adaptací hmyzu na rostlinné toxiny, a mohou ovlivnit strategie ochrany rostlin či biotechnologické aplikace.

Budoucí trendy a možnosti využití

• Rozšíření na vysokorozlišující LC-MS/MS a metabolomické přístupy pro komplexní pokrytí sekundárních metabolitů.
• Využití izotopově značených látek pro sledování transportu a metabolizace.
• Studium genové exprese detoxikačních enzymů (cytochrom P450, N-oxidasy).
• Komparativní analýza dalších druhů lišajů a hostitelských rostlin.

Závěr

Studie prokázala selektivní kumulaci atropinu v larvách A. atropos krmených Atropa belladonna, zatímco sekundární metabolity z Ligustrum vulgare nebyly detekovány. Výsledky naznačují, že kromě kumulace hmyz využívá i enzymatické mechanismy detoxikace. Další výzkum prohloubí poznání adaptací hmyzu na rostlinné toxiny.

Reference

1. Arimura G., Kost C., Boland W.: Biochim. Biophys. Acta 1734, 91 (2005).
2. Abe F., Yamauchi T., Honda K., Omura H., Hayashi N.: Phytochemistry 26, 697 (2001).
3. Parry S., Linton S. M., Francis P. S., O'Donnell M. J., Toop T.: J. Insect Physiol. 57, 62 (2011).
4. Priestap H. A., Velandia A. E., Johnson J. V., Barbieri M. A.: Biochem. Syst. Ecol. 40, 126 (2012).
5. Opitz S. E. W., Müller C.: Chemoecology 19, 117 (2009).
6. David J. P., Boyer S., Mesneau A., Ball A., Ranson H., Dauphin-Villemant C.: Insect Biochem. Mol. Biol. 36, 410 (2006).
7. Kovařík F.: Hmyz – chov, morfologie. Madagaskar, Jihlava 2000.
8. Lampert E. C., Bowers M. D.: J. Chem. Ecol. 37, 496 (2011).
9. Freitas A. V. L., Trigo J. R., Brown K. S., Witte L., Hartmann T., Barata L. E. S.: Chemoecology 7, 61 (1996).
10. Romani A., Pinelli P., Mulinacci N., Vincieri F. F., Gravano E., Tattini M.: J. Agric. Food Chem. 48, 4091 (2000).
11. Czerwińska M. E., Granica S., Kiss A. K.: Planta Med. 79, 924 (2013).
12. Haberer W., Dobler S.: Chemoecology 9, 169 (1999).
13. Rothschild M., Porter E. A., Watson A. A., Waigh R. D., Waterman P. G.: Phytochemistry 34, 1281 (1993).
14. Trigo J. R.: J. Braz. Chem. Soc. 11, 551 (2000).
15. Willinger G., Dobler S.: Biochem. Syst. Ecol. 29, 335 (2001).
16. Knüttel H., Fiedler K.: J. Exp. Biol. 204, 2447 (2001).